El tratamiento de hongos entomopatógenos cambia la diversidad bacteriana intestinal de las garrapatas Rhipicephalus microplus

Parásitos y vectores volumen 16, Número de artículo: 185 (2023) Citar este artículo

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Las garrapatas son parásitos hematófagos obligados responsables de pérdidas económicas significativas y preocupaciones con la salud humana y animal, principalmente debido a la transmisión de patógenos. Los hongos entomopatógenos han sido intensamente estudiados como una estrategia alternativa para el control de garrapatas que puede usarse en combinación con acaricidas sintéticos en el manejo integrado de garrapatas. Aquí, investigamos cómo se forma la comunidad bacteriana intestinal de Rhipicephalus microplus después del tratamiento con Metarhizium anisopliae y cómo se ve afectada la susceptibilidad de las garrapatas al hongo después de alterar la microbiota bacteriana intestinal.

Se alimentaron artificialmente hembras de garrapata parcialmente hinchadas con sangre bovina pura o sangre más tetraciclina. Otros dos grupos recibieron la misma dieta y fueron tratados tópicamente con M. anisopliae. Se disecaron las vísceras y se extrajo el ADN genómico 3 días después del tratamiento; se amplificó la región variable V3-V4 del gen 16S rRNA bacteriano.

El intestino de las garrapatas que no recibieron antibióticos pero que fueron tratadas con M. anisopliae mostró una menor diversidad bacteriana y una mayor incidencia de especies de Coxiella. El índice de diversidad de Simpson y el coeficiente de igualdad de Pielou fueron más altos en la comunidad bacteriana intestinal cuando R. microplus se alimentó con tetraciclina y se trató con hongos. Las garrapatas de los grupos tratados con hongos (con o sin tetraciclina) exhibieron una menor supervivencia que las hembras no tratadas. La alimentación previa de garrapatas con el antibiótico no cambió su susceptibilidad al hongo. Ehrlichia spp. no se detectaron en los grupos marcados.

Estos hallazgos sugieren que la acción micoacaricida no se vería afectada si el ternero que alberga estas garrapatas está bajo terapia con antibióticos. Además, la hipótesis de que los hongos entomopatógenos pueden afectar a la comunidad bacteriana en el intestino de las hembras hinchadas de R. microplus está respaldada por el hecho de que las garrapatas expuestas a M. anisopliae mostraron una reducción drástica de la diversidad bacteriana. Este es el primer reporte de un hongo entomopatógeno que afecta la microbiota intestinal de la garrapata.

La importancia del microbioma de las garrapatas con importancia médica y veterinaria se ha reconocido cada vez más en los últimos años [1,2,3]. La mayoría de estos estudios están impulsados por la importancia de comprender las enfermedades transmitidas por garrapatas para mejorar su control. Como ectoparásitos obligados chupadores de sangre, las garrapatas deben depender de endosimbiontes para la suplementación nutricional [4,5,6]. Rhipicephalus microplus, considerada la garrapata de mayor distribución en áreas tropicales [7], es una especie de garrapata de un solo huésped que parasita preferentemente al ganado vacuno, causando grandes pérdidas económicas en el ganado principalmente debido a la transmisión de hemoparásitos como Babesia bovis, Babesia bigemina y Anaplasma marginal [8, 9].

Los tratamientos con antibióticos se han utilizado en huéspedes vertebrados o directamente en garrapatas mediante alimentación artificial o inyección para comprender el papel del microbioma intestinal en la biología de las garrapatas y las enfermedades transmitidas por garrapatas [10,11,12]. Se demostró que la composición de la microbiota intestinal en una garrapata podría afectar la adquisición, colonización y transmisión de patógenos transmitidos por garrapatas [13]. Cuando se alteró la microbiota intestinal en Ixodes scapularis, se redujo la colonización de Borrelia burgdorferi [11]. Sin embargo, también se sugiere que suceda lo contrario. Adegoke et al. [14] demostraron que cuando R. microplus se infectaba con un apicomplejo, Theileria sp., el microbioma intestinal se alteraba y su diversidad, riqueza de especies y uniformidad eran menores que en las garrapatas no infectadas.

Las aplicaciones de acaricidas sintéticos suelen ser el método de elección para el control de las garrapatas, pero han generado preocupaciones sobre la salud humana, animal y ambiental y han dado lugar a la aparición de poblaciones de garrapatas resistentes [15]. El uso de hongos entomopatógenos es una alternativa prometedora cuando se busca un método más seguro y sostenible para el control de garrapatas [16]. El género de hongos entomopatógenos Metarhizium incluye varias especies que se encuentran entre los bioplaguicidas más explorados y utilizados con éxito en la agricultura [17], con el potencial de ser utilizados comercialmente contra las garrapatas. Las esporas fúngicas infectan a las garrapatas al contacto y pueden usarse en el manejo integrado de plagas, lo que reduce el uso excesivo de acaricidas sintéticos, según estudios previos [16, 18, 19]. A pesar de esto, queda mucho por examinar para comprender completamente las interacciones entre garrapatas y hongos, especialmente con respecto a las respuestas inmunológicas y bioquímicas de las garrapatas infectadas por hongos [20,21,22,23,24,25]. Hasta donde sabemos, no hay ningún informe que relacione las bacterias intestinales de las garrapatas y la acción de los entomopatógenos fúngicos. ¿Podría la microbiota de la garrapata influir en su susceptibilidad a los hongos entomopatógenos? En los insectos, la respuesta parece depender del huésped: para el mosquito Anopheles stephensi y el escarabajo Dendroctonus valens, la microbiota del huésped contribuyó positivamente a la acción fúngica [26, 27], lo que no se demostró para la cucaracha alemana Blattella germanica [28] .

Por ejemplo, lo que se sabe sobre las interacciones del microbioma de las garrapatas se relaciona principalmente con su fisiología y los impactos en la biología de las enfermedades transmitidas por garrapatas. La primera descripción de la diversidad bacteriana de R. microplus fue en 2011 por Andreotti et al. [29] y, más recientemente, los autores han ido describiendo más hallazgos según las diferentes ubicaciones geográficas [30]. En el presente estudio, nuestro objetivo fue explorar cómo los pasos iniciales de la infección por hongos entomopatógenos, después del tratamiento tópico, pueden desencadenar cambios en la comunidad bacteriana intestinal en R. microplus y si la interrupción de la comunidad bacteriana intestinal afecta la susceptibilidad de esa garrapata a los hongos entomopatógenos.

Un ternero fue infestado artificialmente con larvas de R. microplus (cepa Porto Alegre) (Reck et al. [15] y mantenido en la Estación de Investigación Parasitológica WO Neitz de la Universidad Federal Rural de Río de Janeiro (UFRRJ), Brasil (CEUA [Ética Comité de Uso de Animales]/Instituto Veterinario, UFRRJ—protocolo n.° 9714220419) Las garrapatas se alimentaron de forma natural en el ternero durante 19 o 20 días y luego se retiraron manualmente, separándolas con cuidado de la piel del huésped (para evitar que se rompan las partes bucales). ). El ternero utilizado no estuvo bajo terapia antibiótica o acaricida durante 2 meses antes del experimento. La alimentación artificial de R. microplus se adaptó de Valim et al. [31] y Ribeiro et al. [32]. Se pesaron las garrapatas hembra parcialmente congestionadas. , superficie esterilizada con hipoclorito de sodio (0,05% v/v) durante 3 min y secado con toallas de papel La sangre utilizada para alimentar artificialmente a las garrapatas fue recolectada directamente de la vena yugular del mismo ternero (CEUA/Instituto Veterinario, UFRRJ—protocolo No. 6407270619) donde las garrapatas se alimentaron naturalmente a través de un sistema de vacío en un tubo de 3,6 ml que contenía citrato como anticoagulante (Vacuplast, Turquía). Se alimentaron artificialmente hembras de garrapatas que pesaban aproximadamente entre 30 y 70 mg con sangre pura o sangre más clorhidrato de tetraciclina (Merck, Darmstadt, DE) a 0,05 mg ml−1 durante 7 h usando puntas de plástico a 37 ± 1 °C y ≥ 80 % de humedad relativa (RH). Las puntas se llenaron individualmente con sangre (hasta 50 µl) cada hora, tanto como fuera necesario. A las hembras parcialmente hinchadas se les permitió alimentarse con un promedio de 350 µl de sangre como máximo. Las garrapatas se pesaron individualmente antes y después de la alimentación artificial para medir la absorción de sangre. Solo las garrapatas que habían duplicado su peso inicial se consideraron para un análisis posterior (0,03 µg de tetraciclina mg−1 de peso de la hembra) [12].

El hongo aislado Metarhizium anisopliae sensu stricto LCM S04 [19] se utilizó en el presente estudio. Los cultivos se cultivaron en medio de avena en condiciones controladas (25 ± 1 °C; ≥ 80 % HR) durante 21 días. Los conidios se suspendieron en una solución de agua destilada estéril con monooleato de sorbitán polioxietilenado (Tween® 80) (Isofar, Rio de Janeiro, Brasil) 0,01% (v/v) a 1 × 108 conidios ml−1. La viabilidad fúngica se evaluó sembrando una alícuota de 20 µl de 1 × 105 conidios ml−1 de la misma suspensión fúngica en papa dextrosa agar (PDA) (Kasvi, Paraná, Brasil). La germinación de conidios se determinó 24 h después de la incubación a 25 ± 1 °C y HR ≥ 80 % utilizando un microscopio óptico (×400) (ECLIPSE E200; Nikon, Tokio, Japón). Se evaluaron un mínimo de 300 conidios y se calculó el porcentaje de germinación. Los conidios se consideraron germinados cuando el tubo germinativo fue visible. Las suspensiones fúngicas utilizadas en los experimentos tenían una viabilidad de al menos el 95 %. Como el presente estudio accedió al patrimonio genético brasileño, la investigación fue registrada en el Sistema Nacional de Gestión del Patrimonio Genético y Conocimientos Tradicionales Asociados (SisGen) bajo el código AA47CB6.

Las garrapatas alimentadas artificialmente con sangre pura o sangre más tetraciclina (sección "Alimentación artificial de hembras Rhipicephalus microplus") se trataron tópicamente con suspensión de M. anisopliae. Se establecieron cuatro grupos de 10 hembras cada uno de la siguiente manera: garrapatas no tratadas alimentadas con sangre pura (grupo control) (ctrl); garrapatas no tratadas alimentadas con sangre más tetraciclina (T); garrapatas tratadas con hongos previamente alimentadas con sangre pura (F); garrapatas tratadas con hongos previamente alimentadas con sangre más tetraciclina (T+F). Tan pronto como terminó la alimentación artificial, las garrapatas se lavaron con agua del grifo para eliminar cualquier resto de sangre, se secaron y pesaron. Luego, las garrapatas que habían duplicado su peso se fijaron con cinta adhesiva en cajas de Petri con cinta adhesiva de doble cara y se trataron tópicamente con 20 µl de 1 × 108 conidios ml−1. La suspensión se aplicó en la región dorsal de la garrapata y las garrapatas se mantuvieron a 25 ± 1 °C y HR ≥ 80%. Setenta y dos horas después del tratamiento con hongos, se diseccionaron los intestinos de tres hembras de cada grupo para la extracción de ADN. La supervivencia de las otras garrapatas se registró diariamente durante 15 días. Este bioensayo se realizó tres veces con nuevos lotes de conidios y garrapatas R. microplus.

Se disecaron los intestinos de hembras de R. microplus con pinzas estériles y hojas de bisturí utilizando solución salina tamponada con fosfato (PBS) estéril [NaCl 130 mM, KH2PO4 1 mM, Na2HPO4 5,6 mM, KCl 2 mM (pH 7,2)]. Los tejidos intestinales extraídos se lavaron dos veces en PBS estéril y luego se mantuvieron en ARN (Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, EE. UU.) a -80 ° C hasta la extracción. Primero, las vísceras de las garrapatas se congelaron en nitrógeno líquido y se maceraron con un mortero estéril. El ADN del homogeneizado intestinal se extrajo siguiendo el protocolo del kit DNeasy Blood & Tissue según las instrucciones del fabricante (QIAGEN Inc., Valencia, CA, EE. UU.). El ADN de la sangre del ternero (B) utilizado para la alimentación natural y artificial también se extrajo según el mismo protocolo mencionado anteriormente.

La región variable V3–V4 del gen 16S rRNA bacteriano se amplificó para ADN genómico de 13 muestras (triplicados de muestras intestinales de cada grupo y uno para control de sangre [B]), utilizando los cebadores Bakt_341F (CCTACGGGNGGCWGCAG) y Bakt_805R (GACTACHVGGGTATCTAATCC) [33]. La ADN polimerasa Herculase II Fusion (Agilent Technologies, Inc., Santa Clara, CA, EE. UU.) y el Nextera XT Index Kit v2 (Illumina, Inc., San Diego, CA, EE. UU.) (300 pares de bases [pb] -lecturas finales) se usaron en la plataforma Illumina® MiSeq® con un pico de PhiX del 30 % en Macrogen (Seúl, Corea del Sur). Las llamadas de bases binarias se convirtieron en formato FASTQ, las secuencias se demultiplexaron y los códigos de barras se eliminaron utilizando el paquete bcl2fastq v2.20 (Illumina Inc., San Diego, CA, EE. UU.).

Los adaptadores se eliminaron de los datos sin procesar (1 250 293 secuencias directas e inversas), que luego se filtraron en función de los puntajes de calidad y se recortaron con DADA2 Pipeline versión 1.16 [34] en R versión 4.1.1 (R Core Team 2022) junto con RStudio 1.4.1717 (Equipo RStudio 2022) [35]. Se utilizó la herramienta FIGARO [36] para calcular los parámetros de truncamiento optimizados. Las lecturas directa e inversa se truncaron en 270 pb y 215 pb, respectivamente. Las lecturas directas e inversas con más de dos errores esperados se descartaron, respectivamente, y las lecturas se truncaron en la primera instancia de un puntaje de calidad ≤ 2. Las tasas de error de lectura fueron aprendidas por la función "learnErrors", alternando entre la estimación de la tasa de error y la muestra. inferencia hasta la convergencia. Las variantes de secuencia de amplicón (ASV) se infirieron utilizando la función "dada", y las secuencias se fusionaron mediante la función "mergePairs". Las quimeras se eliminaron de colecciones de secuencias únicas mediante el método de consenso entre muestras utilizando la función "removeBimeraDenovo". Las asignaciones taxonómicas T se dieron en base a la base de datos modificada SILVA SSU 132 [37] utilizando la función "IdTaxa" del paquete DECIPHER v 2.20 R [38], un método con un rendimiento de clasificación que es mejor que el método clasificador bayesiano ingenuo estándar [ 39]. Se eliminaron las secuencias asignadas al genoma mitocondrial, cloroplastos y no bacterias. Después de estos procedimientos, se asignaron 3313 ASV a las 839 263 secuencias bacterianas restantes para el procedimiento de rarefacción y el análisis estadístico.

La curva de supervivencia de la garrapata se analizó mediante una prueba de rango logarítmico con un nivel de significación de 0,05 utilizando GraphPad Prism versión 8.4.2 (GraphPad Software, San Diego, CA, EE. UU.). Todos los demás análisis estadísticos se realizaron en el software R versión 4.1.1 (R Development Core Team, Viena, Austria) junto con RStudio 1.4.1717 (Posit Software, Boston, MA).

Se realizaron análisis exploratorios multivariados utilizando el paquete R "vegano" versión 2.5-7 [40]. La diversidad beta se estudió con base en el análisis de coordenadas principales (PCoA) utilizando la matriz de distancia UniFrac ponderada de las comunidades microbianas en cada muestra, mostrando diferencias entre las comunidades bacterianas de diferentes tratamientos. El predominio de ASV raros, especialistas y generalistas se evaluó mediante el método de clasificación de especies multinomial (CLAM) con ajuste para comparaciones múltiples, utilizando el umbral de especialización supermayoritaria (K = 2/3, P = 0,05) [41]. Los gráficos se construyeron con el paquete ggplot2 R versión 3.3.3 [42].

El análisis de la red entre ASV se evaluó utilizando estimaciones de arranque de la correlación SparCC mediante el paquete SpiecEasi R versión 1.1.0, lo que resultó en matrices de nodos y bordes [43]. Solo los bordes con correlaciones significativas (P < 0.01) fueron seleccionados para la construcción gráfica utilizando el software Gephi versión 0.9.2 [44], destacando el número de conexiones (grado), centralidad de intermediación (BC) y el signo de las correlaciones.

La supervivencia de las garrapatas en el grupo ctrl fue mayor que la de los grupos F (χ2 = 81,9, P < 0,0001) y T+F (χ2 = 68,4, P < 0,0001), pero no fue diferente de la del grupo T (χ2 = 0,06, P = 0,80). La supervivencia de F y T+F fue similar (χ2 = 0,5, P = 0,47) (fig. 1). Las garrapatas de ambos grupos tratados con hongos (con y sin tetraciclina) murieron (0% de supervivencia) en 12 días. Al mismo tiempo, los grupos no tratados con hongos (ctrl y T) exhibieron un promedio de supervivencia del 85%. No se observaron diferencias en la supervivencia entre garrapatas alimentadas artificialmente con tetraciclina (T) o no (ctrl).

Supervivencia de hembras de Rhipicephalus microplus después de la alimentación artificial con sangre con o sin tratamiento con tetraciclina y Metarhizium anisopliae (promedio y error estándar). El asterisco indica una diferencia estadística entre ctrl y T+F (P < 0,05) mediante la prueba de rango largo. Tratamientos: ctrl: garrapatas no tratadas con hongos alimentadas previamente con sangre pura (grupo de control); T: garrapatas no tratadas con hongos alimentadas previamente con sangre más tetraciclina; F: garrapatas tratadas con hongos previamente alimentadas con sangre pura; T+F: garrapatas tratadas con hongos alimentadas previamente con sangre más tetraciclina

PCoA, basado en la matriz de distancia UniFrac ponderada, explicó alrededor del 77 % de la varianza total del modelo multivariado solo en los dos ejes principales (Fig. 2A). Por este parámetro, la comunidad bacteriana intestinal de garrapatas alimentadas con tetraciclina y tratadas con M. anisopliae (T+F) difería de los otros nichos. El intestino de las garrapatas alimentadas con sangre más tetraciclina sin tratamiento fúngico (T) o alimentadas con sangre pura y tratadas con hongos (F) exhibió estructuras de comunidades bacterianas relativamente cercanas entre sí. Las comunidades del primer grupo (es decir, T) también fueron cercanas a las observadas en el intestino de las garrapatas del grupo ctrl (garrapatas alimentadas con sangre pura). La comunidad bacteriana de la sangre del ternero (B) fue la más distinta.

Estructura y diversidad alfa de comunidades bacterianas en tripas de Rhipicephalus microplus y sangre de ternera. Un análisis de diversidad beta de la comunidad basado en PCoA, basado en la matriz ponderada de distancia UniFrac para ASV, que muestra las diferencias entre los grupos. B Recuento de ASV únicos. Índice de diversidad de C Shannon. Índice de diversidad de D Simpson. E Coeficiente de igualdad de Pielou. Los puntos indican la ubicación exacta de los medios. B–E Los tratamientos con medias seguidas por las mismas letras minúsculas en superíndice no difieren entre sí mediante la prueba de diferencia honestamente significativa (HSD) de Tukey a un nivel de significancia del 5 %. Las designaciones de grupo se dan en la Fig. 1

Los tratamientos exhibieron números promedio similares de ASV bacterianos en los análisis de la diversidad beta (Fig. 2B). De acuerdo con el resultado de PCoA, el índice de diversidad de Shannon (Fig. 2C), la diversidad de Simpson (Fig. 2D) y el coeficiente de igualdad de Pielou (Fig. 2E) [45, 46] medidos en el intestino de T+F fueron los más altos y difirieron significativamente de los observados en los otros tratamientos, excepto por el índice de Shannon, donde T no fue diferente de T+F. En general, F exhibió los índices más bajos de diversidad bacteriana intestinal, seguido de B, ctrl, T, hasta alcanzar un máximo de T+F.

El perfil taxonómico generó 839 263 secuencias bacterianas filtradas por calidad clasificadas en 3313 ASV. La cobertura de la clasificación ASV en los rangos taxonómicos fue la siguiente: filo (96 %), clase (94 %), orden (86 %), familia (75 %), género (49 %) y especie (5 %). Las 19 familias más abundantes representaron más del 80% del total de familias (Fig. 3A). En todos los tratamientos, las familias más abundantes (por encima del 2% del total de ASVs) fueron Coxiellaceae (43,9% de las secuencias), seguida de Anaplasmataceae (8,1%), Lachnospiraceae (4,9%), Ruminococcaceae (3,3%), Comamonadaceae (3,0%). ), y Bacteroidaceae (2,6%).

Composición de las familias bacterianas A y los géneros B predominantes en los intestinos de las garrapatas y sangre pura (B). Las muestras se agruparon en dendrogramas según la distancia calculada mediante el coeficiente de correlación de Spearman. Las designaciones de grupo se dan en la Fig. 1

Siguiendo a las familias, los 19 géneros más abundantes representaron más del 80% del total de géneros (Fig. 3B). Los géneros más abundantes (más del 1 % del total de ASV) fueron Coxiella (43,9 %), Anaplasma (6,3 %), Bacteroides (2,6 %), Streptococcus (1,9 %), Ehrlichia (1,8 %), Caviibacter (1,7 %), Eubacterium (1,5 %), Lactobacillus (1,1 %) y Pseudomonas (1,1 %). Con excepción de los ASV asignados a Anaplasma y Ehrlichia, ambos de la familia Anaplasmataceae, todos estos géneros eran representantes de diferentes familias.

De acuerdo con el coeficiente de correlación de Spearman, que respalda los resultados de PCoA (Fig. 2A), las composiciones de familias bacterianas (Fig. 3A) y géneros (Fig. 3B) en B y en el intestino de las garrapatas de T+F diferían de las observadas en el otros tratamientos, especialmente ctrl. Mientras que en los otros tratamientos (es decir, ctrl, T y F), predominaron las bacterias de Coxiellaceae, en su mayoría atribuibles a Coxiella, las tripas T+F exhibieron un predominio de especies de Lachnospiraceae, seguidas por especies de Comamonadaceae y Ruminococcaceae. Además, los datos de los intestinos del tratamiento T+F tenían un grupo de varias otras familias bacterianas con frecuencias de aparición inferiores al 0,5 %. En B, predominaba Anaplasmataceae (principalmente del género Anaplasma), seguida de Bartonellaceae (principalmente asignada a Bartonella).

De acuerdo con el método de clasificación de especies multinomial (CLAM), se observó un enriquecimiento hasta el nivel de clase bacteriana (Archivo adicional 1: Fig. S1). En general, las bacterias de la clase Gammaproteobacteria predominaron en todos los tratamientos. Según el CLAM, los contrastes con el ctrl indicaron enriquecimiento de Bacilli y Clostridia en F (Archivo adicional 1: Fig. S1A), clases de Clostridia y Actinobacteria en T+F (Archivo adicional 1: Fig. S1B) y Alphaproteobacteria y Bacilli en B (Archivo adicional 1: Fig. S1C). También se observó enriquecimiento hasta el nivel genérico, contrastando la ocupación del nicho de cada tratamiento con el ctrl (Fig. 4). Dependiendo de la comparación, los grupos enriquecidos (bacterias especialistas) en el grupo ctrl variaron, con predominio de Faecalibacterium, Anaplasma y Streptococcus (Fig. 4).

Método de clasificación multinomial de especies (CLAM) para la prueba de ocupación de nicho. Los géneros bacterianos se muestran solo en círculos que se destacan significativamente en cada hábitat. Los generalistas (gris), especialistas (naranja, azul, verde, rosa y morado) y raros (negro) se indican con sus respectivos porcentajes. Los valores porcentuales representan el recuento directo de ASV únicos en cada nicho. AT frente a ctrl; BF frente a ctrl; C T+F frente a ctrl; D sangre vs ctrl. Las designaciones de grupo se dan en la Fig. 1

Los intestinos del grupo T exhibieron un enriquecimiento significativo de bacterias especializadas (51,4%), destacando ASV asociados con Staphylococcus, Corynebacterium, Anaplasma y otras especies de Lachnospiraceae (Fig. 4A). En el intestino de las hembras tratadas con hongos (F), las bacterias especialistas representaron el 43 % del total de ASV, destacándose Cutibacterium, Streptococcus, Staphylococcus, Ruminococcus, Faecalibacterium y otros ASV de las familias Lachnospiraceae y Ruminococcaceae (Fig. 4B). ). Las tripas de T+F exhibieron especies bacterianas especialistas se limitaron a solo el 27,6%, destacando el enriquecimiento de los géneros Enterococcus, Streptococcus, Corynebacterium, Anaerostipes, Phascolarctobacterium, Eggerthella y otros asociados con las familias Lachnospiraceae, Xanthobacteraceae y Moraxellaceae (Fig. 4C). También se compararon las comunidades bacterianas de sangre de ternera (B) y de intestinos de garrapatas alimentadas exclusivamente con sangre (ctrl), lo que indicó un predominio de especialistas con tasas de 29,9% y 58,1%, respectivamente (Fig. 4D). En este caso, se observó un enriquecimiento significativo de ASV asociados con los géneros Cutibacterium, Faecalibacterium y Corynebacterium en la sangre en comparación con el ctrl.

El análisis de coocurrencia de ASV reveló especies clave (especies clave) que mantuvieron las comunidades bacterianas en las diferentes muestras estudiadas (Fig. 5, Tabla 1). Las comunidades bacterianas intestinales de garrapatas no tratadas (ctrl) estaban conectadas principalmente por dos especies clave de los géneros Ehrlichia y Coxiella. Cuatro ASV asociados con los géneros Cutibacterium, Faecalibacterium, Caviibacter y Bacteroides también desempeñaron un papel (Fig. 5A). Esta red tuvo 83 nodos, 1446 aristas y 68.19% de interacciones positivas (Cuadro 1).

Análisis de coocurrencia en red de las comunidades bacterianas en intestinos de Rhipicephalus microplus tratados o no con Metarhizium anisopliae basado en el gen 16S rRNA. El tamaño de los nodos es proporcional al grado, y los colores indican intervalos discretos de centralidad de intermediación (BC). Las designaciones de grupo se dan en la Fig. 1

La comunidad bacteriana de T tuvo la mayor complejidad de red (nodos = 106, bordes = 3251, correlaciones positivas = 54,57%). Las especies clave se asociaron con un ASV de Caviibacter, seguida de Coxiella y, en menor medida, con Cloacibacterium, Bacteroides y otras especies de las familias Lachnospiraceae y Peptostreptococcaceae (Fig. 5B, Tabla 1).

La red de F mostró la segunda complejidad más alta (nodos = 97, bordes = 2185, correlaciones positivas = 67,19%), destacando como especies clave dos ASV del género Coxiella, seguidas por Staphylococcus, Streptococcus y Actinomyces (Fig. 5C, Tabla 1). En las garrapatas alimentadas con tetraciclina y tratadas con hongos (T+F), la complejidad de la red y el número de correlaciones positivas fueron menores (nodos = 74, aristas = 1247, correlaciones positivas = 44,03 %) en comparación con los observados en las garrapatas individuales. tratamientos (ctrl, T o F) (Fig. 5D). En el caso de las garrapatas alimentadas con tetraciclina y tratadas con hongos (T+F), varios ASV tenían centralidades y grados de conexión similares. Esto destaca la participación de muchos géneros, incluidos Lactobacillus, Eubacterium, Colidextribacter, Prevotella, Trueperella, Campylobacter y Phascolarctobacterium.

Como era de esperar, la red de la comunidad bacteriana de la sangre de ternera (B) fue la menos compleja (nodos = 38, bordes = 140, correlaciones positivas = 48,57%). Esta red estaba regulada por varios ASV, principalmente los asociados con Streptococcus, Pseudomonas, Escherichia/Shigella, Bacteroides, Bartonella, Lactobacillus, Anaplasma y Mycoplasma, así como un ASV asociado con la familia Lachnospiraceae (Fig. 5E).

Los antibióticos juegan un papel crucial en el tratamiento de enfermedades infecciosas como la mastitis clínica [47] y las enfermedades transmitidas por garrapatas [48], y pueden usarse como promotores del crecimiento [49]. Sin embargo, el impacto de la administración de antibióticos en la susceptibilidad de las garrapatas al tratamiento fúngico aún no se ha dilucidado. En el presente estudio, las garrapatas se alimentaron artificialmente con tetraciclina y se trataron tópicamente con un hongo entomopatógeno. Curiosamente, se observó una supervivencia similar en las hembras tratadas con hongos, tanto si habían sido alimentadas previamente con el antibiótico como si no. Según el manual veterinario de Merck Sharp & Dohme Corp. (MSD), el tratamiento con oxitetraciclina para bovinos es de 10 mg−1 kg−1 día−1. Aquí, la concentración de tetraciclina agregada a la sangre bovina para la alimentación artificial de garrapatas siguió la proporción de 30 mg-1 kg-1 día-1, según un estudio previo [12]. En consecuencia, incluso cuando se les permitió alimentarse de sangre con una mayor concentración de antibiótico, la susceptibilidad de las garrapatas a M. anisopliae no se vio afectada. Esto sugirió que cuando el ganado está bajo terapia antibiótica con tetraciclina, la susceptibilidad de las garrapatas hembra no se vería afectada.

Las comunidades bacterianas en garrapatas tratadas con antibiótico y hongo (T+F) tenían la mayor proporción de secuencias que eran demasiado raras para clasificar, es decir, la cantidad de secuencias que representaban a estas especies bacterianas no era suficiente para ser consideradas en el análisis. Por lo tanto, es posible que estos tratamientos juntos permitieran el enriquecimiento de una amplia gama de especies bacterianas. Además, el análisis de ocupación de nicho mostró un mayor número de especies especialistas que generalistas para todos los grupos tratados en comparación con el ctrl, lo que sugiere que todos los tratamientos podrían alterar la comunidad bacteriana en diferentes niveles. El análisis de la participación relativa de la clase bacteriana (CLAM) (Fig. 4) reveló que los taxones bacterianos en F también se observaron en T+F; sin embargo, las lecturas de secuencia de los cinco taxones más abundantes fueron mayores en F que en T+F. Estos hechos explican así los diferentes índices de diversidad entre estos grupos. Además, hubo un aumento en el número de taxones en T+F que cambiaron su composición bacteriana en comparación con F. Las discrepancias entre F y T+F en el análisis de co-ocurrencia de red (Fig. 5) indican cómo las interacciones entre bacterias y las especies clave en cada grupo variaron. El grupo T+F exhibió el mayor índice de diversidad (Fig. 3) en contraste con el menor número de especies clave e interacciones bacterianas. Las especies clave no son necesariamente abundantes, pero tienen un fuerte impacto en otras especies en función del número de interacciones [50, 51]. En consecuencia, las especies clave pueden dar forma a la composición de la comunidad bacteriana debido a sus fuertes conexiones. A pesar de que los datos de T+F muestran un mayor número de especies (es decir, mayor índice de diversidad), estas especies no establecieron interacciones sólidas, probablemente porque son bacterias oportunistas que solo surgieron debido a la interrupción causada por el hongo y los tratamientos con antibióticos juntos.

Los microorganismos endosimbióticos tienen un papel importante en los artrópodos hematófagos obligados, proporcionando nutrientes que son escasos en una dieta sanguínea [4, 52]. Durón et al. [5] informaron que Ornithodoros moubata depende del endosimbionte Francisella, responsable de la síntesis de vitamina B. Guizzo et al. [12] demostraron que para R. microplus, Coxiella es un endosimbionte fundamental para la maduración de metaninfas y la fisiología de las garrapatas. Estos autores también demostraron que Coxiella era abundante en diferentes tejidos de hembras de R. microplus, con predominio en el ovario y túbulos de Malpighi pero niveles muy bajos en el intestino. Por otro lado, en nuestro estudio, Coxiella fue el género bacteriano más abundante en las tripas de R. microplus en todos los grupos excepto T+F. La mayor abundancia de este taxón en F sugirió que la infección fúngica permite el enriquecimiento de Coxiella en el intestino de la garrapata, disminuyendo otros taxones y reduciendo la diversidad bacteriana. Este resultado también se observó con Anopheles stephensi después del tratamiento con Beauveria bassiana [27]. Estos autores informaron que el simbionte Serratia marcescens aumentó en el intestino del mosquito después del tratamiento con hongos. En contraste, aquí, las tripas de T+F exhibieron la menor abundancia de Coxiella y la mayor diversidad. En este grupo, la presencia reducida de Coxiella probablemente se debió a la combinación de la administración de tetraciclina (un agente de amplio espectro que inhibe la síntesis de proteínas bacterianas) [53] más el tratamiento fúngico. Las reducciones de Coxiella parecen permitir la incidencia de otras bacterias en el intestino, lo que podría explicar el aumento de la diversidad. Además, se ha sugerido que algunas bacterias reportadas en la comunidad bacteriana intestinal de garrapatas son resistentes a la tetraciclina [54]. Este hecho podría explicar por qué la abundancia de Coxiella no se redujo en las garrapatas alimentadas con tetraciclina (T) en comparación con ctrl, ya que se ha encontrado proteína asociada con la resistencia en Coxiella burnetii [55].

Hasta donde sabemos, este es el primer informe de interacciones entre bacterias intestinales y garrapatas con un hongo entomopatógeno. Estudios previos [26, 56] con diferentes especies de insectos informaron que los cambios en la microbiota intestinal podrían mejorar o perjudicar la acción de los hongos entomopatógenos dependiendo del huésped artrópodo. Este resultado podría deberse a variaciones en la composición de la microbiota de diferentes huéspedes. Aquí, la supervivencia de las garrapatas de las hembras tratadas con el hongo que recibieron o no el antibiótico (F o T+F) fue similar. Resultados análogos fueron observados por Ramírez et al. (2018) [57] con Aedes aegypti. Según estos autores, la reducción de la carga bacteriana intestinal no modificó la virulencia de los hongos entomopatógenos, incluso cuando se utilizó una alta carga de inóculo fúngico. Es posible que estas bacterias eliminadas (bacterias eliminadas después del tratamiento con antibióticos) no hayan influido en el éxito o el fracaso de la infección por hongos. Sin embargo, este estudio se centró en probar solo hembras adultas de R. microplus y, por lo tanto, los efectos de la interrupción de la comunidad bacteriana en las fases inmaduras podrían tener un resultado diferente.

El presente estudio analizó los intestinos de las garrapatas 3 días después del tratamiento con M. anisopliae. Este tiempo fue elegido en base a un trabajo inédito [Mesquita, E.; Golo, PS] demostrando que, después de 72 h, los conidios LCM S04 ya habrían germinado y penetrado en la cutícula de R. microplus, llegando a los órganos internos de la garrapata. Además, las acciones de los hongos provocan el deterioro del cuerpo de los artrópodos con el tiempo, lo que dificulta los métodos de disección. En consecuencia, queda por dilucidar qué podría haber sucedido después de 72 h con respecto a las interacciones entre bacterias y hongos. Coxiella, Ehrlichia, Caviibacter, Cutibacterium y Escherichia/Shigella fueron los géneros más comunes observados en las tripas del grupo ctrl. El grupo muestra de sangre y el grupo ctrl compartieron solo el 0,9% de las secuencias, seguidos de ctrl y T+F, con un 0,1% de generalistas. Las bacterias identificadas en los intestinos se pueden heredar principalmente a través de la transmisión transovárica, entre generaciones y a través de la piel del huésped [4]. Aunque el ternero utilizado aquí no mostró signos clínicos de anaplasmosis, el análisis molecular de la muestra de sangre mostró que Anaplasma era el género bacteriano más abundante encontrado en la sangre de ese animal (Fig. 3). Sin embargo, este hecho solo indica que la abundancia de Anaplasma en la sangre fue mayor que la de las otras bacterias, y no necesariamente un alto nivel de infección. Esta pérdida de taxones entre la sangre del huésped y la garrapata puede ocurrir a través del proceso de digestión de la sangre, ya que el intestino de la garrapata tiene estrategias de defensa contra los microorganismos invasores. Esta defensa está impulsada principalmente por fragmentos de hemoglobina derivados de antimicrobianos llamados hemocidinas [58]. Además de esto, los mecanismos de defensa intestinal incluyen moléculas como péptidos antimicrobianos y posiblemente especies reactivas de oxígeno [59].

El género Ehrlichia se encontró en los intestinos del grupo ctrl pero no se detectó en F, T o T+F. En 2016, Cabezas-Cruz et al. [60] describieron una nueva especie, Ehrlichia minasensis, aislada de la hemolinfa de R. microplus, patógena para el ganado bovino. Hasta la fecha, E. minasensis y E. ruminantium son las únicas especies que se sabe que infectan al ganado de forma natural [61, 62]. Aunque la identificación de las especies de Ehrlichia o las posibles implicaciones en su ciclo de vida no se abordaron en el presente estudio, la no detección de este género en el intestino de las garrapatas tratadas con hongos respalda la hipótesis de que la infección por hongos entomopatógenos puede afectar negativamente la aparición. de una bacteria que causa la enfermedad transmitida por garrapatas. Los estudios han informado los efectos de los hongos entomopatógenos en la transmisión y el ciclo de vida de los patógenos transmitidos por vectores después de tratar al artrópodo con el hongo (a saber, Glossina fuscipes fuscipes y Trypanosoma congolense) [63], así como de Anopheles gambiae y Plasmodium falciparum [64]. ]. Sin embargo, hasta donde sabemos, no existe literatura sobre las interacciones garrapata-patógeno-hongo, especialmente en comparación con estudios con insectos. Aquí, la interrupción de la microbiota intestinal de la garrapata por el hongo entomopatógeno Metarhizium (combinado o no con el antibiótico) indica una característica explotable de este hongo en su uso contra las garrapatas. Sin embargo, el análisis aquí se centró solo en el intestino de la garrapata y no en otros tejidos de la garrapata. En consecuencia, se justifica una mayor investigación sobre las interacciones tripartitas entre garrapatas, patógenos y hongos.

Desafiar a R. microplus con M. anisopliae cambia la comunidad bacteriana del intestino de la garrapata principalmente al aumentar el enriquecimiento del endosimbionte Coxiella. La administración de tetraciclina más el tratamiento de M. anisopliae conduce a una reducción drástica de la población de Coxiella y altera la comunidad bacteriana intestinal de R. microplus al aumentar su diversidad bacteriana. Sin embargo, la terapia con antibióticos no influye en la susceptibilidad de las garrapatas al hongo entomopatógeno.

Las secuencias emparejadas y la asignación de BioMuestras de este estudio están disponibles en el depósito del NCBI con el código de proyecto PRJNA849240.

Gall CA, Reif KE, Scoles GA, Mason KL, Mousel M, Noh SM, et al. El microbioma bacteriano de las garrapatas Dermacentor andersoni influye en la susceptibilidad a los patógenos. ISME J. 2016;10:1846–55.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Ross BD, Hayes B, Radey MC, Lee X, Josek T, Bjork J, et al. Ixodes scapularis no alberga un microbioma estable del intestino medio. ISME J. 2018;12:2596–607.

Artículo PubMed PubMed Central Google Académico

Swei A, Kwan JY. Adquisición de patógenos y microbiomas de garrapatas alterada por la ingesta de sangre del huésped. ISME J. 2017;11:813–6.

Artículo PubMed Google Académico

Narasimhan S, Swei A, Abouneameh S, Pal U, Pedra JHF, Fikrig E. Lidiando con el microbioma de la garrapata. Tendencias Parasitol. 2021;37:722–33.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Duron O, Gottlieb Y. Convergencia de simbiosis nutricionales en alimentadores de sangre obligados. Tendencias Parasitol. 2020;36:816–25.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Río RVM, Attardo GM, Weiss BL. Alianzas de grandeza: integración metabólica simbionte y hematofagia artrópoda obligada. Tendencias Parasitol. 2016;32:739–49.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Barré N, Uilenberg G. Propagación de parásitos transportados con sus huéspedes: estudio de caso de dos especies de garrapatas del ganado. Rev Sci Tech. 2010;29:149–60.

Académico de Google de PubMed

De La Fuente J, Kocan KM, Almazán C, Blouin EF. Dirigirse a la interfaz garrapata-patógeno para nuevas estrategias de control. Frente Biosci. 2008;13:6947–56.

Artículo PubMed Google Académico

Grisi L, Leite RC, Martins JR de S, de Barros ATM, Andreotti R, Cançado PHD, et al. Reevaluación del impacto económico potencial de los parásitos bovinos en Brasil. Véase Bras de Parasitol Vet 2014;23:150–6.

Zhong J, Jasinskas A, Barbour AG. El tratamiento con antibióticos de la garrapata vector Amblyomma americanum redujo la aptitud reproductiva. Más uno. 2007;2:1–7.

Artículo Google Académico

Narasimhan S, Rajeevan N, Liu L, Zhao YO, Heisig J, Pan J, et al. La microbiota intestinal de la garrapata vector Ixodes scapularis modula la colonización de la espiroqueta de la enfermedad de Lyme. Microbio huésped celular. 2014;15:58–71.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Guizzo MG, Paris LF, Nunes RD, Schama R, Albano RM, Tirloni L, et al. Un simbionte mutualista de Coxiella es esencial para el desarrollo de Rhipicephalus microplus. representante científico 2017;7:1–10.

Artículo CAS Google Académico

Aguilar-Diaz H, Quiroz-Castañeda RE, Cobaxin-Cardenas M, Salinas-Estrella E, Amaro-Estrada I. Avances en el estudio de la microbiota bovina de garrapatas y su influencia en la capacidad de vector. Ciencia veterinaria frontal. 2021;8:1–7

Artículo Google Académico

Adegoke A, Kumar D, Bobo C, Rashid MI, Durrani AZ, Sajid MS, et al. Los patógenos transmitidos por garrapatas dan forma al microbioma nativo dentro de los vectores de garrapatas. Microorganismos. 2020;8:1–16.

Artículo Google Académico

Reck J, Klafke GM, Webster A, Dall'Agnol B, Scheffer R, Souza UA. Primer informe de resistencia a fluazuron en Rhipicephalus microplus: una población de garrapatas de campo resistente a seis clases de acaricidas. Parasitol veterinario. 2014;201:128–36.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Marciano AF, Mascarin GM, Franco RFF, Golo PS, Jaronski ST, Fernandes ÉKK, et al. Formulación granular innovadora de microesclerocios y blastosporas de Metarhizium robertsii para el control de garrapatas en ganado. Sci Rep. 2021;11:1–11.

Artículo Google Académico

Mascarin GM, Lopes RB, Delalibera Í, Fernandes ÉKK, Luz C, Faria M. Estado actual y perspectivas de los entomopatógenos fúngicos utilizados para el control microbiano de plagas de artrópodos en Brasil. J Invertebr Pathol. 2019. https://doi.org/10.1016/j.jip.2018.01.001.

Artículo PubMed Google Académico

Camargo MG, Nogueira MRS, Marciano AF, Perinotto WMS, Coutinho-Rodrigues CJB, Scott FB, et al. Metarhizium anisopliae para el control de garrapatas Rhipicephalus microplus en condiciones de campo. Parasitol veterinario. 2016;223:38–42.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Mesquita E, Marciano AF, Corval ARC, Fiorotti J, Corrêa TA, Quinelato S, et al. Eficacia de un aislado nativo del hongo entomopatógeno Metarhizium anisopliae contra brotes de larvas de garrapatas en condiciones de semicampo. Biocontrol. 2020;65:353–62.

Artículo CAS Google Académico

Kurtti TJ, Keyhani NO. Infección intracelular de líneas celulares de garrapatas por el hongo entomopatógeno Metarhizium anisopliae. Microbiología. 2008; 154: 1700–9.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Fiorotti J, Menna-Barreto RFS, Gôlo PS, Coutinho-Rodrigues CJB, Bitencourt ROB, Spadacci-Morena DD, et al. Efectos ultraestructurales y citotóxicos de la infección por Metarhizium robertsii en los hemocitos de Rhipicephalus microplus. Fisiol delantero. 2019;10:1–17.

Artículo Google Académico

Fiorotti J, Urbanová V, Gôlo PS, Bittencourt VREP, Kopáček P. El papel del complemento en la defensa inmune celular de la garrapata contra el hongo entomopatógeno Metarhizium robertsii. Dev Comp Inmunol. 2022. https://doi.org/10.1016/j.dci.2021.104234.

Artículo PubMed Google Académico

Sbaraini N, Bellini R, Penteriche AB, Guedes RLM, García AWA, Gerber AL, et al. Análisis de metilación del ADN de todo el genoma de Metarhizium anisopliae durante una condición de infección simulada por garrapatas. Genoma BMC. 2019;20:1–11.

Artículo CAS Google Académico

Sá FA, Coutinho-Rodrigues CJB, Angelo IC, Fiorotti JP, Atella GC, Bittencourt VREP, et al. La modulación de Metarhizium anisopliae sl del metabolismo de los lípidos durante la infección por garrapatas es independiente de las vías de AMPK y ERK. Res. de parasitol 2018;117:793–9.

Artículo PubMed Google Académico

Beys-da-Silva WO, Rosa RL, Berger M, Coutinho-Rodrigues CJB, Vainstein MH, Schrank A, et al. Actualización de la aplicación de Metarhizium anisopliae para el control de la garrapata del ganado Rhipicephalus microplus (Acari: Ixodidae). Exp Parasitol. 2020;208:107812.

Artículo PubMed Google Académico

Xu L, Deng J, Zhou F, Cheng C, Zhang L, Zhang J, et al. La microbiota intestinal en un escarabajo descortezador invasivo infectado por un hongo patógeno acelera la mortalidad del escarabajo. J ciencia de plagas. 2019;92:343–51.

Artículo Google Académico

Wei G, Lai Y, Wang G, Chen H, Li F, Wang S. El hongo patógeno de insectos interactúa con la microbiota intestinal para acelerar la mortalidad de los mosquitos. Proc Natl Acad Sci US A. 2017;114:5994–9.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Zhang R, Huang Z, Yu G, Zhang Z. Caracterización de la diversidad de la microbiota de Haemaphysalis longicornis (Acari: Ixodidae) recolectada en el campo con respecto al sexo y las comidas con sangre. J Basic Microbiol. 2019;59:215–23.

Artículo PubMed Google Académico

Andreotti R, de León AAP, Dowd SE, Guerrero FD, Bendele KG, Scoles GA. Evaluación de la diversidad bacteriana en la garrapata del ganado Rhipicephalus (Boophilus) microplus mediante pirosecuenciación codificada por etiqueta. BMC Microbiol. 2011. https://doi.org/10.1186/1471-2180-11-6.

Artículo PubMed PubMed Central Google Académico

Rojas-Jaimes J, Lindo-Seminario D, Correa-Nunez G, Diringer B. Caracterización del microbioma bacteriano de Rhipicephalus (Boophilus) microplus colectado de Pecari tajacu "Sajino" Madre de Dios. Perú Sci Rep. 2021. https://doi.org/10.1038/s41598-021-86177-3.

Artículo PubMed Google Académico

Valim JRDA, Rangel CP, Baêta BDA, Ribeiro CCDU, Cordeiro MD, Teixeira RC, et al. Uso de puntas de plástico en la alimentación artificial de hembras de Rhipicephalus sanguineus. Brazilain Coll Vet Parasitol. 2017;26:110–4.

Artículo Google Académico

Ribeiro CCDU, de Azevedo BB, de Almeida Valim JR, Teixeira RC, Cepeda PB, da Silva JB, et al. Uso de puntas de plástico en la alimentación artificial de hembras Dermacentor (Anocentor) nitens Neumann, 1897 (Acari: Ixodidae). Garrapatas Tick Born Dis. 2014;5:689–92.

Artículo PubMed Google Académico

Herlemann DPR, Labrenz M, Jürgen K, Bertilsson S, Waniek JJ, Andersson AF. Transiciones en comunidades bacterianas a lo largo del gradiente de salinidad de 2000 km del Mar Báltico. ISME J. 2011;5:1571–9.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Callahan BJ, McMurdie PJ, Rosen MJ, Han AW, Johnson AJA, Holmes SP. DADA2: inferencia de muestra de alta resolución a partir de datos de amplicón de Illumina. Métodos Nat. 2016;13:581–3.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Equipo central R. No TitleR: un lenguaje y un entorno para la computación estadística. Viena, Austria: Fundación R para la Computación Estadística; 2021.

Weinstein MM, Prem A, Jin M, Tang S, Bhasin JM. FIGARO: una herramienta eficiente y objetiva para optimizar los parámetros de recorte de genes de ARNr del microbioma. 2019. https://doi.org/10.1101/610394

Quast C, Pruesse E, Yilmaz P, Gerken J, Schweer T, Yarza P, et al. El proyecto de base de datos de genes de ARN ribosomal SILVA: procesamiento de datos mejorado y herramientas basadas en la web. Ácidos Nucleicos Res. 2013;41:590–6.

Artículo Google Académico

Wright ES. Uso de DECIPHER v2.0 para analizar grandes datos de secuencias biológicas en R. R J. 2016;8:352–9.

Artículo Google Académico

Murali A, Bhargava A, Wright ES. IDTAXA: un enfoque novedoso para la clasificación taxonómica precisa de secuencias de microbiomas. Microbioma. 2018;6:1–14.

Artículo Google Académico

Oksanen J, Guillaume Blanchet F, Friendly M, Legendre KR, McGlinn D, Minchin PR, et al. Paquete de Ecología Comunitaria. Paquete R versión 2.5-7. 2020.

Chazdon RL, Chao A, Colwell RK, Lin SY, Norden N, Letcher SG, et al. Un método estadístico novedoso para clasificar a los generalistas y especialistas del hábitat. Ecología. 2011;92:1332–43.

Artículo PubMed Google Académico

Wickham H. ggplot2: gráficos elegantes para el análisis de datos. Saltador. 2016;35:211. https://doi.org/10.1007/978-3-319-24277-4

Kurtz ZD, Müller CL, Miraldi ER, Littman DR, Blaser MJ, Bonneau RA. Inferencia escasa y composicionalmente robusta de redes ecológicas microbianas. PLoS Comput Biol. 2015;11:1–25.

Artículo Google Académico

Bastian M, Heymann S, Jacomy M. Gephi: un software de código abierto para explorar y manipular redes. BT Inter AAAI Conf Web Soc. 2009;3:361–2.

Google Académico

Mendes RS, Evangelista LR, Thomaz SM, Agostinho AA, Gomes RS, Mendes LC, et al. Un índice unificado para medir la diversidad ecológica y la rareza de las especies. Ecografía. 2008. https://doi.org/10.1111/j.0906-7590.2008.05469.x.

Artículo Google Académico

Herman PMJ. Origen y destino de los flujos de partículas biogénicas en el océano y su interacción con la concentración de CO2 atmosférico y el sedimento marino. Ver proyecto Desarrollo de software de código abierto para modelado ecológico https://www.researchgate.net/publication/237139172. Consultado en junio de 2021.

Tomazi T, dos Santos MV. Uso de antimicrobianos para el tratamiento de mastitis clínica en hatos lecheros de Brasil y su asociación con descriptores a nivel de hato. Prev Vet Med. 2020. https://doi.org/10.1016/j.prevetmed.2020.104937.

Artículo PubMed Google Académico

Pfeffer M, Kro'l N, Obiegala A. Prevención y control de anaplasmosis, cowdriosis y babesiosis transmitidas por garrapatas en la industria ganadera. Ecol Control Vector-Transmitido Dis. 2018. https://doi.org/10.3920/978-90-8686-863-6_7.

Artículo Google Académico

Brown K, Uwiera RRE, Kalmokoff ML, Brooks SPJ, Inglis GD. Uso de antimicrobianos promotores de crecimiento en ganadería: un requisito para comprender sus modos de acción para desarrollar alternativas efectivas. Int J Antimicrob Agents. 2017;49:12–24.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Power ME, Tilman D, Estes JA, Menge BA, Bond WJ, Mills LS, et al. Desafíos en la búsqueda de claves Identificar especies clave es difícil, pero esencial para comprender cómo la pérdida de especies afectará a los ecosistemas. Biociencia. 1996;46:609–20.

Artículo Google Académico

Berry D, Widder S. Descifrando las interacciones microbianas y detectando especies clave con redes de co-ocurrencia. Microbiol frontal. 2014. https://doi.org/10.3389/fmicb.2014.00219.

Artículo PubMed PubMed Central Google Académico

Guizzo MG, Tirloni L, Gonzalez SA, Farber MD, Braz G, Parizi LF, et al. Coxiella endosimbionte de Rhipicephalus microplus modula la fisiología de la garrapata con un gran impacto en la capacidad de alimentación de sangre. Microbiol frontal. 2022. https://doi.org/10.3389/fmicb.2022.868575.

Artículo PubMed PubMed Central Google Académico

Schnappinger D, Wolfgang H. Tetraciclinas: acción antibiótica, absorción y mecanismos de resistencia. Arco Microbiol. 1996; 165: 359–69.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Chigwada AD, Mapholi NO, Ogola HJO, Mbizeni S, Masebe TM. Bacterias patógenas y endosimbióticas y sus biomarcadores de resistencia a antibióticos asociados en garrapatas Amblyomma y Hyalomma que infestan el ganado Nguni (Bos spp.). Patógenos. 2022;11:432.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Vranakis I, de Bock PJ, Papadioti A, Tselentis Y, Gevaert K, Tsiotis G, et al. Perfil de proteoma cuantitativo de C. burnetii en condiciones de estrés por tetraciclina. Más uno. 2012. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0033599.

Artículo PubMed PubMed Central Google Académico

Zhang XC, Zhang F. Las posibles estrategias de control basadas en la interacción entre las cucarachas de interior y sus simbiontes en China. Phys. Insectos Adv. 2018. https://doi.org/10.1016/bs.aiip.2018.07.001.

Artículo Google Académico

Ramírez JL, Dunlap CA, Muturi EJ, Barletta ABF, Rooney AP. La infección por hongos entomopatógenos conduce a la modulación temporoespacial del sistema inmunológico del mosquito. PLoS Negl Trop Dis. 2018. https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0006433.

Artículo PubMed PubMed Central Google Académico

Kopacek P, Hajdušek O, Buresová V, Daffre S. Tick Innate Immunity. Inmunidad Invertebrada. 2010. https://doi.org/10.1007/978-1-4419-8059-5_8.

Artículo Google Académico

Fogaça AC, Sousa G, Pavanelo DB, Esteves E, Martins LA, Urbanová V, et al. Sistema inmunológico de garrapatas: lo que se sabe, las interconexiones, las brechas y los desafíos. inmunol frontal. 2021. https://doi.org/10.3389/fimmu.2021.628054.

Artículo PubMed PubMed Central Google Académico

Cabezas-Cruz A, Zweygarth E, Vancová M, Broniszewska M, Grubhoffer L, Passos LMF, et al. Ehrlichia minasensis sp. Nov., aislado de la garrapata Rhipicephalus microplus. Int J Syst Evol Microbiol. 2016;66:1426–30.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Allsopp BA. Historia natural de Ehrlichia ruminantium. Parasitol veterinario. 2010; 167: 123–35.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Cabezas-Cruz A, Zweygarth E, Aguiar DM. Ehrlichia minasensis, un viejo demonio con nuevo nombre. Garrapatas Enfermedad transmitida por garrapatas. 2019;10:828–9.

Artículo PubMed Google Académico

Wamiti LG, Khamis FM, Abd-Alla AMM, Ombura FLO, Akutse KS, Subramanian S, et al. La infección por Metarhizium anisopliae reduce la reproducción de Trypanosoma congolense en Glossina fuscipes fuscipes y su capacidad para adquirir o transmitir el parásito. BMC Microbiol. 2018. https://doi.org/10.1186/s12866-018-1277-6.

Artículo PubMed PubMed Central Google Académico

Fang W, Vega-Rodríguez J, Ghosh AK, Jacobs-Lorena M, Kang A, St. Leger RJ. Desarrollo de hongos transgénicos que eliminan los parásitos de la malaria humana en los mosquitos. Ciencia. 2011;331:1074–7.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

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Agradecemos el apoyo de los estudiantes del Laboratorio de Control Microbiano (LCM) y del Laboratorio de Sanidad Avícola (LASAVE) de la UFRRJ, Brasil.

Richard Alan Humber—Retirado.

Este estudio fue financiado en parte por la Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior—Brasil (CAPES)—Finance Code 001, proporcionando MSc y Ph.D. becas para LN Meirelles y TA Correa, y el Consejo Nacional de Desarrollo Científico y Tecnológico (CNPq) de Brasil, proporcionando un Ph.D. beca para E. Mesquita. Esta investigación fue apoyada por una beca de la Fundación Carlos Chagas Filho para la Investigación del Estado de Río de Janeiro (FAPERJ) (beca número E-26/201.389/2021). VREP Bittencourt, HA Santos e IS Coelho son investigadores del CNPq.

Programa de Posgrado en Ciencias Veterinarias, Instituto Veterinario, Universidad Federal Rural de Rio de Janeiro, Seropédica, Brasil

Emily Mesquita, Laura Nóbrega Meirelles, Thaís Almeida Corrêa, Vânia Rita Elias Pinheiro Bittencourt & Patrícia Silva Golo

Laboratorio de Microbiología y Enzimología, Universidad Federal de Agreste Pernambuco, Garanhuns, PE, 55292-270, Brasil

Diogo Paes da Costa

Departamento de Parasitología Animal, Instituto Veterinario, Universidad Federal Rural de Río de Janeiro, Seropédica, RJ, Brasil

Mariana Guedes Camargo, Vânia Rita Elias Pinheiro Bittencourt & Patrícia Silva Golo

Departamento de Microbiología e Inmunología Veterinaria, Instituto Veterinario, Universidad Federal Rural de Río de Janeiro, Seropédica, RJ, Brasil

Irene da Silva Coelho

Departamento de Epidemiología y Salud Pública, Instituto Veterinario, Universidad Federal Rural de Río de Janeiro, Seropédica, RJ, Brasil

Huarrison Azevedo Santos

USDA-ARS Investigación de plagas y patógenos emergentes, Centro RW Holley para la agricultura y la salud, Ithaca, NY, 14850, EE. UU.

Ricardo Alan Humber

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EM, HAS, ISC y PSG concibieron el experimento. EM, LNM, MGC y TAC realizaron los experimentos. DPC realizó el análisis estadístico y bioinformático de los datos y el arte gráfico. EM, ISC, HAS, DPS y PSG analizaron los resultados y escribieron el manuscrito. VREPB, MGC, PSG, ISC, HAS, DPS y RAH revisaron el manuscrito para verificar su precisión técnica y científica. PSG y VREPB obtuvieron financiación y supervisaron el proyecto. Todos los autores leyeron y aprobaron el manuscrito final.

Correspondencia a Patricia Silva Golo.

No aplica.

Los autores declaran no tener conflicto de intereses.

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Participación relativa de la clase bacteriana en cada nicho compositor en la red según el método de clasificación multinomial de especies (CLAM). Los valores porcentuales dentro de las casillas se calcularon sobre una escala ASV sin procesar para cada nicho. Las comparaciones de los tratamientos T (A), T+F (B) y B (C) con el control se destacaron debido a los mayores contrastes. Los porcentajes basados en la transformación logarítmica (ASV+1) están en el eje vertical entre paréntesis. Tratamientos: ctrl: garrapatas no tratadas con hongos alimentadas previamente con sangre pura (grupo de control); F: garrapatas tratadas con hongos previamente alimentadas con sangre pura; T+F: garrapatas tratadas con hongos alimentadas previamente con sangre más tetraciclina; B: muestra de sangre pura del ternero.

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Reimpresiones y permisos

Mesquita, E., da Costa, DP, Meirelles, LN et al. El tratamiento de hongos entomopatógenos cambia la diversidad bacteriana intestinal de las garrapatas Rhipicephalus microplus. Vectores de parásitos 16, 185 (2023). https://doi.org/10.1186/s13071-023-05790-5

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Recibido: 15 febrero 2023

Aceptado: 27 de abril de 2023

Publicado: 06 junio 2023

DOI: https://doi.org/10.1186/s13071-023-05790-5

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